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中国精品科技期刊2020

热灭活芽孢杆菌DU-106对高脂秀丽隐杆线虫降脂作用

李彦力, 赵文俊, 王梓宇, 郭荣香, 王琨, 江冰雁, 刘琳, 陈颖仪, 齐睿达, 黎攀, 杜冰

李彦力,赵文俊,王梓宇,等. 热灭活芽孢杆菌DU-106对高脂秀丽隐杆线虫降脂作用[J]. 食品工业科技,2025,46(7):1−13. doi: 10.13386/j.issn1002-0306.2024030152.
引用本文: 李彦力,赵文俊,王梓宇,等. 热灭活芽孢杆菌DU-106对高脂秀丽隐杆线虫降脂作用[J]. 食品工业科技,2025,46(7):1−13. doi: 10.13386/j.issn1002-0306.2024030152.
LI Yanli, ZHAO Wenjun, WANG Ziyu, et al. Lipid-lowering Effect of Thermally Inactivated Bacillus sp. DU-106 on High-fat C. elegans[J]. Science and Technology of Food Industry, 2025, 46(7): 1−13. (in Chinese with English abstract). doi: 10.13386/j.issn1002-0306.2024030152.
Citation: LI Yanli, ZHAO Wenjun, WANG Ziyu, et al. Lipid-lowering Effect of Thermally Inactivated Bacillus sp. DU-106 on High-fat C. elegans[J]. Science and Technology of Food Industry, 2025, 46(7): 1−13. (in Chinese with English abstract). doi: 10.13386/j.issn1002-0306.2024030152.

热灭活芽孢杆菌DU-106对高脂秀丽隐杆线虫降脂作用

基金项目: 财政部和农业农村部:国家现代农业产业技术体系资助(CARS-21)。
详细信息
    作者简介:

    李彦力(2000−)(ORCID:0000−0002−5423−9995),男,硕士研究生,研究方向:新资源食品功效评价,E-mail:2838652662@qq.com

    通讯作者:

    杜冰(1973−)(ORCID:0000−0002−5301−2756)男,博士,教授,博士生导师,研究方向:食品新原料的开发,E-mail:dubing@scau.edu.cn

  • 中图分类号: TS201.4

Lipid-lowering Effect of Thermally Inactivated Bacillus sp. DU-106 on High-fat C. elegans

  • 摘要: 本文主要探讨热灭活芽孢杆菌DU-106(Thermally inactivated Bacillus sp. DU-106TIDU-106)对高脂秀丽隐杆线虫降脂作用。以高糖(10 mmol/L)诱导建立高脂线虫模型,并测定不同浓度(2.5、5.0、10 mg/mL)的TIDU-106干预对高脂线虫的寿命、行动力、产卵量、活性氧水平、抗应激能力、抗氧化酶活力和脂质代谢相关基因的表达产生的影响以及高脂秀丽隐杆线虫体内脂肪沉积情况。根据野生型线虫实验结果,选取5.0、10 mg/mL浓度的TIDU-106干预基因缺陷型线虫来验证降脂效果。结果表明,经不同剂量(2.5、5.0、10 mg/mL)的TIDU-106干预后的高脂肪线虫的最大寿命显著增加(P<0.05),分别延长了35.11%、43.84%、45.63%,行动力提升,产卵量增加,活性氧水平和线粒体膜电位下降。并且提升了线虫体内超氧化物歧化酶、过氧化氢酶和谷胱甘肽过氧化物酶水平,降低了线虫体内MDA水平。线虫体内脂质代谢相关基因通路(SREBP信号通路、胰岛素/IGF-1信号通路、核受体信号通路和AMPK信号通路)的关键基因(mdt-15sbp-1fat-5fat-7daf-2daf-16skn-1sod-3sir-2.1aak-2nhr-49acs-2kat-1)受到调控。在TIDU-106干预后,对fat-5fat-5/fat-6fat-7daf-16四种基因缺陷型线虫甘油三酯含量有显著降低作用(P<0.05)。对daf-2sir-2.1aak-2三种基因缺陷型线虫体内甘油三酯含量无明显影响(P>0.05)。综上所述,TIDU-106可通过减少脂肪沉积,增强抵抗氧化应激能力和提高抗氧化酶活性发挥其对高脂线虫的降脂作用。
    Abstract: This study explored the lipid-lowering efficacy of thermally inactivated Bacillus sp. DU-106 (TIDU-106) on Caenorhabditis elegans. A high-fat model of C. elegans was developed using a high-glucose induction method with a concentration of 10 mmol/L. To evaluate the effects of TIDU-106 on high-fat Caenorhabditis elegans, concentrations of 2.5, 5.0, and 10 mg/mL were applied, assessing their impact on lifespan, locomotion, egg-laying capability, levels of reactive oxygen species (ROS), resistance to stress, activity of antioxidant enzymes, expression of genes related to lipid metabolism, and fat accumulation. Initial investigations in wild-type worms led to the selection of 5.0 mg/mL and 10 mg/mL concentrations of TIDU-106 for further examination of its lipid-lowering properties in gene-deficient worms. The results demonstrated that TIDU-106 treatment significantly increased the maximum lifespan of high-fat worms by 35.11%, 43.84%, and 45.63% with varying doses (2.5, 5.0, 10 mg/mL) (P<0.05). These enhancements were accompanied by improved locomotion, a higher egg-laying capacity, and a decreased both in ROS levels and mitochondrial membrane potential. Additionally, treatment with TIDU-106 resulted in increased levels of superoxide dismutase, catalase, and glutathione peroxidase, coupled with a decrease in malondialdehyde levels. Notably, TIDU-106 was found to modulate key signaling pathways related to lipid-lowering, including the SREBP signaling pathway, the insulin/IGF-1 signaling pathway, the nuclear receptor signaling pathway, and the AMPK signaling pathway, as well as key genes such as mdt-15, sbp-1, fat-5, fat-7, daf-2, daf-16, skn-1, sod-3, sir-2.1, aak-2, nhr-49, acs-2, and kat-1. Specifically, after the administration of TIDU-106, there was a significant reduction in triglyceride levels in fat-5, fat-5/fat-6, fat-7, and daf-16 mutant worms (P<0.05), with daf-2, sir-2.1, and aak-2 mutants exhibiting no significant alterations (P>0.05). Above findings revealed the potential of TIDU-106 to mitigate fat deposition, boost resistance to oxidative stress, and increase antioxidant enzyme activity, thereby emphasizing its promising lipid-lowering effects in high-fat C. elegans models.
  • 随着现代生活节奏的加快,高脂饮食带来的肥胖成为越来越常见的问题[1]。随着全球肥胖率的攀升,如何有效预防和改善不良饮食和作息引起的肥胖和高脂血症至关重要。目前,临床上常用的减肥类药物主要有脂肪吸收抑制剂奥利司他(Orlistat),食欲抑制剂苯丙胺(Amphetamine)以及糖类吸收抑制剂阿卡波糖(Acarbose)等[2]。这些药物都具有一定的减肥作用,但长期服用的潜在风险和副作用也不容忽视[3]。因此,开发功效显著,副作用小的功能性食品具有一定的应用价值。

    近年来益生菌在减肥降脂方面发展迅速,适当补充益生菌可起到降血脂作用[4]。但益生菌会对中老年人和一些特殊人群产生一定副作用,如胃肠道不适和腹泻等[5]。后生元是一种通过高温灭活处理的益生菌,虽然已失去活性,但仍含有具有益健康功能的生物活性成分,可作为补充剂在人体内提供营养和其他健康益处,是功能性食品开发的理想选项[6]。Arellano-Garcia等[7]研究发现热灭活鼠李糖乳杆菌GG可有效缓解小鼠的胰岛素抵抗,调节脂质代谢,治疗肥胖引起的糖尿病。Benothman等[8]研究发现灭活长双歧杆菌可通过调节肠道菌群改善二型糖尿病。灭活益生菌可通过调节肠道菌群平衡,降低胆固醇水平,预防心血管疾病。此外它们还可抑制脂肪吸收,促进能量代谢,有助于维持良好的脂质代谢和整体健康。因此寻找具有良好调节脂肪代谢功能的益生菌后生元是目前研究的热点[9]

    芽孢杆菌DU-106(Bacillus sp. DU-106)是本研究小组从酸奶中分离出的一株具有极强繁殖能力的好氧型益生菌[10]。活芽孢杆菌DU-106有着良好的发酵能力,并且适当补充芽孢杆菌DU-106可起到改善2型糖尿病[11]、调节免疫[12]以及抗腹泻[12]等作用。这是由于芽孢杆菌DU-106具有繁殖速度快、高产乳酸等优点,赋予了其很大的应用价值。有研究表明,活芽孢杆菌在降脂和调节脂代谢方面显示出了良好的生物功能活性。如淀粉芽孢杆菌SC06可通过调节宿主代谢和肠道菌群保护小鼠免受高脂饮食诱导的肥胖和肝损伤[13];Sun等[14]研究发现活纳豆芽孢杆菌可通过调节PI3K/AKT通路改善肥胖,但对TIDU-106的降脂活性研究仍较少。

    本文旨在探讨TIDU-106的降脂活性,以高脂秀丽隐杆线虫为模型,研究TIDU-106对其寿命、产卵量、抗氧化应激、脂肪积累以及脂质代谢相关基因表达调控的影响,为益生菌后生元在食品保健品中的开发以及深加工提供理论依据。

    芽孢杆菌DU-106(Bacillus sp. DU-106) 存放于华南农业大学新资源食品及功能性原料评价中心;野生型N2秀丽隐杆线虫(C. elegans)、尿嘧啶缺陷型大肠杆菌(Escherichia coli OP50,E coli OP50) 上海南方模式生物科技股份有限公司;基因缺陷型秀丽隐杆线虫daf-16(TJ356)、daf-2(e1370)和aak-2(RB754) 安徽农业大学馈赠;基因缺陷型线虫 fat-6(BX106)、fat-7(BX153)、fat-5/fat-6(BX110) 中南林业科技大学馈赠;绿色荧光蛋白标记线虫sod-3::GFP(CF1553)、skn-1::GFP(LD-1)、基因缺陷型线虫sir-2.1(ok434)(VC199) 阜阳师范大学馈赠;奥利司他胶囊 中山万汉制药有限公司;胡桃醌、甲基紫精 上海麦克林生物科技有限公司;游离脂肪酸(Non-esterified fatty acids, NEFA)、甘油三酯(TG,Triglycerides)、总超氧化物歧化酶(Total superoxide dismutase,T-SOD)、微量丙二醛(Microscale malondialdehyde,MDA)、过氧化氢酶(Catalase,CAT)、谷胱甘肽过氧化物酶(Glutathione peroxidase,GSH)等生化分析试剂盒 南京建成生物工程研究所;罗丹明123染液、油红O染色试剂盒 上海源叶生物科技有限公司;二氯二氢荧光素二乙酸(DCF-DA)活性氧检测试剂盒 上海碧云天生物技术有限公司;氯化钠、葡萄糖等试剂均为国产分析纯。

    Axio Observer A1倒置荧光显微镜 德国蔡司科学仪器有限公司;MZX81体式显微镜 上海精密科学仪器有限公司;SPX-150B-Z 型生化培养箱 上海博迅实业有限公司;Labserv K3 型酶标仪 赛默飞世尔科技(中国)有限公司;SH-10A 水分测定仪 常州耀凯电子科技有限公司;VCA800细胞破碎仪 美国康涅狄格州纽敦市超声材料公司。

    芽孢杆菌DU-106接种于500 mL的LB肉汤培养基中培养18 h,于紫外分光光度计下测定培养液的吸光值,当OD600=1.0时,菌体的浓度达到1×109 CFU/mL,4000 r/min,常温离心10 min收集得到菌体。加入适量三级水复溶菌体得到菌液,收集到的菌液煮沸20 min,4000 r/min,离心弃除上清,加入25 mL无菌水溶解。于121 ℃高压灭菌30 min,用细胞破碎仪(功率500 W,时间20 min,间隔20 s)破碎[15],冷冻干燥并收集TIDU-106样品。

    称取12 g琼脂粉、2 g氯化钠、2 g胰蛋白胨、0.08 g链霉素硫酸盐于500 mL锥形瓶,加入380 mL去离子水,搅拌均匀后置于灭菌锅内在条件为121 ℃灭菌15 min。温度降低至50 ℃时,向培养基液中加入600 μL 1 mol/L CaCl2溶液、400 μL 6 mg/mL的胆固醇溶液以及20 mL 1 mol/L K3PO4缓冲液。在无菌超净台下趁热分装至培养皿中[16]

    参考吉鑫[17]的研究方法。将7.2 g的葡萄糖溶解于100 mL去离子水中,在灭菌锅中以115 ℃高压灭菌30 min,冷却后加至培养基内。

    取本实验室保存的大肠杆菌OP50菌种混合于LB液体培养基内,连续培养18 h,直至紫外分光光度计下检测OD600=1.0,可接种于NGM培养基[18]。大肠杆菌OP50作为秀丽隐杆线虫的食物,支持线虫生长发育。

    参考田柬昕等[19]的研究方法,并稍作修改。将有明显肉眼可见含有线虫卵的平板用M9缓冲液从培养基中冲洗并收集到无菌EP管内。以4000 r/min离心2 min,保留200 μL含有明显线虫沉淀的溶液,加入1 mL的裂解液(双蒸水:次氯酸钠:氢氧化钠=1:1:1)于无菌EP管中,混合均匀后静置30 s。随后离心1 min,吸出上清液后加入1 mL M9缓冲液,混合均匀后,离心2 min,重复上述操作三次。将管底含有虫卵沉淀的溶液滴于NGM培养基。

    参考严静等[20]方法并稍作修改。实验分为正常组(正常培养基,NC)、高脂模型组(高糖培养基并加入与NC组相同OP50,HFD)、阳性对照组(培养基OP50中奥利司他浓度120 μg/mL,OST)、TIDU-106低中高剂量组(培养基OP50中TIDU-106浓度为2.5、5.0、10 mg/mL,DL、DM和DH)。除NC组外,所有给药在高糖培养基的条件下进行。

    参考严静等[20]方法并稍作修改。用挑虫针挑取同期化好的线虫于1.2.5所述的各组培养基中,每组30条虫,每组做三次平行。挑虫当天记为第0 d,每隔24 h转板一次,在第7 d后可每隔2 d转移一次。观察线虫状态、记录线虫存活、遗失和死亡的数量,直至各组所有平板上的线虫全部死亡,实验结束。

    在进行线虫(N2型)寿命实验时,在第0、5、10、15、20 d观察并记录线虫活动能力,将线虫的活动能力标记为A、B和C。判定的标准:线虫自主运动,记为A;线虫受到外界刺激才运动,记为B;线虫死亡或几乎头部和尾部完全不摆动,记为C[21]

    挑选同期化后的线虫(N2型)于平板上,每组5个平行,每板上2条线虫,每隔1 d将虫转移到新板上,直至线虫产卵期结束。大约等待48 h后计数,各板上线虫数量之和为线虫的总产卵量[21]

    挑选同期化后的20条(N2型)线虫于各组平板上,经不同浓度TIDU-106连续处理5 d后测量线虫体长、体宽和吞咽频率。将处理后的线虫麻醉(2%叠氮化钠),于倒置荧光显微镜明场条件下观察线虫,并使用Image J辅助测量线虫体长和体宽。与上述的处理条件相同,将处理后的线虫转移至预先倒好的线虫琼脂培养板上,计算在1 min之内线虫咽部肌肉的抽动次数。

    挑选同期化后的线虫(N2型)到各培养基上,经样品和阳性对照药物干预5 d后,将线虫冲洗至ep管中。加入冷冻研磨珠,4 ℃ 低温研磨,4000 r/min离心1 min,收集上清[20]

    取100 μL 研磨后的上清液与100 μL 100 μmol/L DCF-DA 溶液在96孔酶标板中混合均匀,静置20 min[22]。检测条件为激发波长479 nm,发射波长 526 nm,反应温度为37 ℃,每隔10 min测定一次荧光强度,反应总时长为2 h[18]

    取各组线虫悬液50 μL与50 μL 100 μmol/L DCF-DA和50 μL罗丹明123染液充分混匀,并静置1 h。将溶液滴加至载玻片上于荧光倒置显微镜明场环境下成像,测定线虫虫体荧光强度。每组重复三次,每次不少于20条线虫。

    与1.2.7处理相同但不研磨,每组3个平行,每个培养板上20条虫,各组不同浓度样品连续干预5 d;

    a.胡桃醌氧化应激实验:将经不同剂量TIDU-106和OST干预后的线虫转移至含有800 μmol/L胡桃醌培养基中,每1 h观察一次线虫的存活情况,直至全部线虫死亡为止[20]

    b.甲基紫精氧化应激实验:将经不同剂量TIDU-106和OST干预后的线虫转移至含有甲基紫精(200 μL,83.33 mg/mL)的培养板上,每1 h记录一次线虫的存活情况,直至线虫全部死亡为止[23]

    与1.2.7 相同的处理方法,根据试剂盒测定方法测定线虫甘油三酯和游离脂肪酸含量[20]

    与1.2.7 相同的处理方式收集上清液。按试剂盒测定方法测定线虫的CAT、SOD、GSH-Px酶活力和MDA含量。为测定线虫的脂褐素水平,收集线虫悬液,吸取线虫悬液50 μL,滴加少量叠氮化钠麻醉。于倒置荧光显微镜下观察(激发波长:365 nm;发射波长:420 nm)。由Image J 定量荧光强度[19]

    与1.2.7相同的处理方式。避光静置,将高脂秀丽隐杆线虫与尼罗红染液混合染色,染色完成后,取15 μL溶液于载玻片在(激发波长:380 nm;发射波长:571 nm)倒置荧光显微镜下成像,重复5次,每组拍摄不少于10 条线虫[17]。与1.2.7处理相同。以60%异丙醇溶液滴洗线虫,滴加油红O染料,密闭染色20 min,1000 r/min离心去除上清,加入60%异丙醇脱色,PBS冲洗并保留300 μL溶液。取各组线虫悬液30 μL于载玻片上,倒置荧光显微镜下成像[24]

    与1.2.7 相同的处理方法处理L4期线虫(每组300条线虫),1000 r/min离心收集线虫。Trizol试剂提取总RNA,将提取后的RNA纯化,反转录合成cDNA。SYBR法进行RT-qPCR实验,在NCBI搜索基因序列运用primer5软件设计引物。相关引物序列设计见表1所示。 在95 ℃ 10 min后,以95 ℃ 15 s,60 ℃ 30 s的条件下循环40次,在60~95 ℃ 条件下进行熔解曲线分析。以β-actin为内参基因,相对的基因表达用2−ΔΔCt计算[25]

    表  1  线虫脂质代谢相关基因引物序列
    Table  1.  Primer sequences for C. elegans lipid metabolism-related genes
    基因名称 上游引物 (5’-3’) 下游引物 (3’-5’)
    β-actin TCGGTATGGGACAGAAGGAC CATCCCAGTTGGTGACGATA
    daf-2 GTTGATAATGCTGCCGAG ATCCCGGTCCGATTTCTT
    daf-16 ATCGTGTGCTCAGAATCC ATGAATAGCTGCCCTCC
    mdt-15 TTCGCAAAGTGTATGTCG GAGTGTTTCCTGCTGTCG
    sbp-1 CTACTCGCACCATTCTTCTCG CCAAATCTCAACTGCTTCTGC
    fat-5 TTGTCTGGAAGAATGTCGC ATGAGCATCAGGAATACTCTCC
    fat-6 GCCCAGAGACGCAATATCTC CAGCAAAGAGAGCCACGTTA
    fat-7 CAACAGCGCTGCTCACTATT CACCAACGGCTACAACTGTG
    nhr-49 CTTCCATCGAAAGATCCATGA GGATTCTCTGCTCTCCGAGTT
    aak-2 CAGGGGCCACCACGCTCTTC CTTGGGGCAGGGGCTCTRGAC
    skn-1 GACGTCAATTTATGGAGTGTCG GAAGATGTTTTGTCGTGATCCG
    sod-3 CCAACCAGCGCTGAAATTCAATGG GGAACCGAAGTCGCGCTTAATAGT
    sir 2.1 AAATCTTCCCAGGACAGTTCGTA ATGGGCAACACGCATAGCA
    acs-2 GCCTTGGATGGGATAGAG TGATGGGAAGACCACAGT
    kat-1 CTCCCTTCTTTGATTTGA CTGACCGATGCTTATGAT
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    根据q-PCR实验结果,挑选NC、HFD、DM、DH四组实验,验证基因缺陷型线虫是否也具有类似降脂的作用。

    每个实验都进行三次重复实验,结果用平均数±标准差(mean±SD)来表示,并通过 GraphPad Prism 9.4 软件采用 one-way ANOVA 分析法进行多组间显著性分析,用 Tukey 检验进行多重比较分析。P<0.05有显著性差异,P<0.01有极显著差异。

    研究表明,高糖饮食和线虫的寿命缩短具有相关性,长期的高糖摄入会导致线虫体内的脂肪积累[24],线虫降脂和肥胖等研究也常常使用高糖来建立高脂秀丽隐杆线虫模型[2629]。如图1A~D所示,与NC组相比,HFD组线虫的生存曲线明显左移,中位生存时间10.67±0.47 d,缩短了29.66%;平均寿命10.89±0.50 d,缩短了18.91%;最长寿命19.00±0.82 d,缩短了20.83%。经2.5、5.0、10 mg/mL 的TIDU-106处理后,中位生存时间为14.33±0.47、14.68±0.47、16.30±1.25 d,相比于HFD组显著延长了34.30%、37.58%、52.76%(P<0.05);平均寿命分别为13.67±0.64、13.11±0.85、15.18±1.05 d,相比于HFD组延长20.39%、20.39%、39.40%;最长寿命相比于HFD组延长了35.11%、43.84%、45.63%。

    图  1  TIDU-106对秀丽隐杆线虫寿命、活动能力、体长体宽和吞咽频率的影响
    注:A.线虫寿命生存曲线;B.线虫中位生存时间;C.线虫平均寿命;D.线虫最长寿命;E.线虫行动力;F.线虫体长;G.线虫体宽;H.线虫吞咽频率;不同小写字母表示差异显著(P<0.05),**表示P<0.01,图2~图8同。
    Figure  1.  Effects of TIDU-106 on lifespan, mobility, body length, body width, and pharyngeal pumping frequency of high-fat diet C. elegans

    图1E所示,在第0 d以及第5 d,线虫活力差异不大。第10 d,HFD组线虫的活力明显弱于NC组、OST组和DH组。第15 d时,HFD组与OST组和TIDU-106组的差异更加明显。第20 d,NC组无A活力下的线虫,HFD组线虫全处于C状态下, TIDU-106高、中剂量以及OST组的线虫A状态下的占比分别为50.00%、25.00%以及36.36%。如图1F~H所示,经不同剂量的TIDU-106和OST干预后,相对于NC组,HFD组线虫的体长和体宽显著上升(P<0.05),相比于HFD组,OST组、DM组及DH组线虫的体长和体宽以及DL组线虫的体宽显著下降(P<0.05),而DL组线虫的体长相较于HFD组无显著差异(P>0.05)。经不同剂量的TIDU-106和OST干预后,第0、5和10 d各组的吞咽频率没有显著差异(P>0.05),第15 d相对于HFD组,经DH干预后的高脂线虫吞咽频率显著高于HFD组线虫(P<0.01)。

    图2A~B可知,在五日总产卵量中,与NC组相比,HFD组的产卵量减少了22个,显著下降了14.49%(P<0.05),这说明高糖环境对线虫的产卵产生了显著抑制作用。在不同剂量TIDU-106和OST干预后,高脂线虫产卵量有了一定的提升。这说明TIDU-106可在一定程度上改善HFD线虫产卵量减少的现象。

    图  2  TIDU-106对高脂秀丽隐杆线虫产卵量的影响
    注:A.线虫每日每条产卵量;B.线虫五日总产卵量。
    Figure  2.  Effect of TIDU-106 on the egg-laying of high-fat diet C. elegans

    图3A~B所示,与NC组相比,HFD组线虫生存曲线左移,存活时间缩短。经OST和不同剂量的TIDU-106处理后,线虫的生存曲线右移,生存时间增加。甲基紫精和胡桃醌诱导的DH组线虫生存时间延长。

    图  3  TIDU-106对高脂秀丽隐杆线虫抗氧化应激、线粒体膜电位水平和脂褐质积累的影响
    注:A.线虫抗胡桃醌引起的氧化应激;B.线虫抗甲基紫精引起的氧化应激;C.线虫体内ROS积累;D.线虫罗丹明123染色和DHE染色;E.线虫体内脂褐素积累;F.线虫DHE染色相对荧光强度水平;G.线虫罗丹明123染色相对荧光强度水平;H.线虫脂褐素相对荧光强度水平。
    Figure  3.  Effects of TIDU-106 on antioxidant stress response, mitochondrial membrane potential levels, and lipofuscin accumulation in high-fat diet C. elegans

    线虫受到高糖应激时会产生ROS自由基,导致机体处于氧化应激状态[3032]。如图3C所示,经TIDU-106干预后,HFD线虫体内的ROS积累降低。不同剂量的TIDU-106可在一定程度上抑制ROS增长,OST组的ROS积累增加要少于HFD组的线虫,比高剂量的TIDU-106效果更好。如图3F所示,HFD组荧光强度最强,说明该组线虫体内的ROS积累较多,经TIDU-106处理后,荧光强度明显减弱。RH123染色可反映出线虫体内的线粒体膜电位情况,与DHE染色类似,在TIDU-106干预后也出现一定程度的减弱(除DL组外)。

    机体衰老会渐渐积累过氧化物,脂褐素是其中最有代表性的一种,并已广泛用作氧化应激的荧光生物标志物[15]。如图3E、H所示,HFD组对比NC组脂褐素的积累达到极显著上升的程度(P<0.01)。经不同剂量TIDU-106干预后,除DL组与HFD组相比略有上升外,其他给药组都有不同程度的下降(P<0.05)。OST组与HFD组相比显著下降(P<0.05)。实验结果证明TIDU-106和OST可在一定程度上减轻线虫因高脂饮食而引起的过氧化物积累。

    甘油三酯(TG)是一种存在于动物组织中的脂肪形式,其含量常用于评价生物个体体内的脂质水平[33]。如图4A所示,与NC组相比,HFD组线虫体内的TG含量极显著增加(P<0.01)。TIDU-106高、中、低剂量组的TG含量相比HFD组显著降低,分别降低了79.72%、77.27%、73.92%(P<0.05),OST组的TG含量显著降低(P<0.05),这说明TIDU-106和OST都可显著降低线虫的TG水平。

    图  4  TIDU-106对高脂秀丽隐杆线虫体内甘油三酯、游离脂肪酸、丙二醛和抗氧化酶含量的影响
    注:A.甘油三酯含量;B.游离脂肪酸含量;C.丙二醛含量;D.总超氧化物歧化酶含量;E.过氧化氢酶含量;F.谷胱甘肽过氧化物酶含量。
    Figure  4.  Effects of TIDU-106 on triglyceride, free fatty acid, malondialdehyde, and antioxidant enzymes levels in high-fat diet C. elegans

    为进一步研究TIDU-106对高脂秀丽隐杆线虫脂肪沉积的影响,对线虫体内的游离脂肪酸(NEFA)含量进行测定。由图4B所示,NEFA的测定结果与TG的结果相一致。HFD组线虫与NC组相比NEFA含量极显著增加(P<0.01)。经不同浓度的药物处理后,DL组的NEFA含量无显著差异(P>0.05),OST、DM和DH组的NEFA含量显著降低了35.06%、45.22%和48.49%(P<0.05)。结果表明,OST和TIDU-106可降低高脂线虫体内NEFA含量。

    体内抗氧化防御系统是机体为了对抗自由基和氧化应激而发展的一系列防御机制[34]。抗氧化防御体系涉及多种酶,包括GSH-Px、SOD和CAT。由图4D、E、F可得到,DH组线虫的T-SOD、CAT以及GSH-Px酶的活力增加最多,相比于HFD组分别增加了38.79%、136.22%和116.07%(P<0.05)。MDA是脂质过氧化的产物,常用于评价机体脂质的过氧化程度和氧化应激的程度。与NC组相比,HFD组MDA含量显著极显著增加了125.23%(P<0.01)。与HFD组相比,DM组与DH组显著降低(P<0.05)。而OST组的MDA水平无显著变化(P>0.05)。

    尼罗红是一种染色剂,尼罗红常用于染色脂肪细胞或观察脂肪代谢[3536]。由图5A可知,对于野生型线虫,HFD组相比于NC组线虫体内的荧光强度显著增加(P<0.05),与HFD组相比,DH组的荧光减弱最为显著(P<0.05)。

    油红O染色常用于脂肪染色,线虫体内的甘油三酯与油红O染料结合,可使得组织内脂肪滴呈现红色。由图5B可知,NC组线虫红色占比较少,HFD组下红色占比较多,经不同剂量TIDU-106处理后,虫体红色面积显著减少(P<0.05)。TIDU-106干预后使得高脂线虫脂肪积累减少。

    秀丽隐杆线虫的脂质代谢是十分复杂的过程,在脂质调控的过程中涉及了多个基因以及信号通路。由图6A~D可知,TIDU-106对核受体通路、胰岛素/IGF-1信号通路、AMPK通路以及SREBP信号通路具有显著调节作用。与HFD组相比,TIDU-106中剂量对sbp-1daf-2sir-2.1基因有显著下调作用(P<0.05),TIDU-106中剂量对fat-5daf-16acs-2aak-2nhr-49基因有显著上调作用(P<0.05)。TIDU-106高剂量对mdt-15sbp-1kat-1sir-2.1基因具有显著的下调作用(P<0.05)。TIDU-106高剂量对fat-5fat-7skn-1sod-3nhr-49acs-2以及aak-2具有显著的上调作用(P<0.05),对fat-6daf-2的表达无显著调节作用(P>0.05)。

    图  6  秀丽隐杆线虫与脂质代谢相关基因的表达
    注:A.SREBP信号通路:mdt-15sbp-1fat-5fat-6fat-7;B.胰岛素/IGF-1信号通路:daf-2daf-16skn-1sod-3;C.核受体信号通路:nhr-49acs-2kat-1;D.AMPK信号通路:sir-2.1aak-2
    Figure  6.  Expression of lipid metabolism-related genes in C. elegans

    图7A~C可知,与HFD组相比,中、高剂量TIDU-106组,fat-6fat-5/fat-6fat-7三种缺陷型的甘油三酯含量显著减少(P<0.05),fat-6fat-5/fat-6fat-7三种缺陷型线虫的尼罗红染色的荧光强度显著降低(P<0.05)。这可能与TIDU-106复杂的脂质代谢调控机制有关,在这三个基因之外其他基因也参与了脂质代谢调节。

    图  7  TIDU-106对基因(fat-5fat-6fat-7)缺陷型线虫的降脂效果
    Figure  7.  Lipid-lowering effect of TIDU-106 on mutant C. elegans (fat-5, fat-6, fat-7)

    图8A、B可知,高剂量TIDU-106组,sod-3::GFP线虫的荧光明显变亮,这说明DH组线虫体内sod-3的基因表达明显提升。而DH组skn-1::GFP线虫核内状态的荧光点增多,这代表着skn-1基因在细胞核内表达。除此之外,与HFD组相比,中、高剂量TIDU-106组中,图8C的四种缺陷型甘油三酯含量除daf-16缺失线虫显著下降(P<0.05),daf-2、sir-2.1aak-2三种缺陷型线虫都没有显著差异(P>0.05)。这可能与线虫体内的降脂密切相关,缺失了daf-2sir-2.1aak-2可在一定程度上影响TIDU-106对线虫的降脂作用。

    图  8  TIDU-106对基因(daf-2daf-16sir-2.1aak-2)缺陷型线虫的降脂效果
    Figure  8.  Lipid-lowering effect of TIDU-106 on mutant C. elegans (daf-2, daf-16, sir-2.1, aak-2)

    本研究是通过热灭活处理得到的芽孢杆菌DU-106后生元,即TIDU-106。通过高糖饮食建立秀丽隐杆线虫高脂模型,以线虫寿命、运动能力和产卵量为指标来评价TIDU-106对高脂线虫潜在健康状态和生殖能力的影响。以线虫体长、体宽、吞咽频率来评价TIDU-106对高脂线虫体态和活动能力的影响。随后本文还测定了线虫氧化应激、线粒体膜电位、脂褐素积累以及抗氧化酶含量等指标,来评价不同剂量的TIDU-106对高脂线虫抗氧化能力的影响。此外,还采用尼罗红染色、油红O染色来测定线虫体内脂肪沉积情况,并分析甘油三酯以及游离脂肪酸的浓度,来评价不同剂量TIDU-106对线虫体内脂质水平的影响。除此之外,选择了几条线虫常见的脂质代谢相关通路,并测定其中关键基因及其相对表达程度。最后,选取这些变化较为显著的关键基因对应的缺陷型或GFP标记线虫来验证不同剂量TIDU-106的降脂效果,初步探索TIDU-106在减缓高脂秀丽隐杆线虫脂质代谢过程中的分子机制。

    寿命和运动能力是评价线虫健康状态的重要指标,高糖诱导会导致线虫体内能量失衡,胰岛素/IGF-1信号通路激活,导致线虫寿命缩短,行动能力下降[28]。在TIDU-106干预后寿命和行动力都得到了一定的提高,胰岛素/IGF-1通路中的关键基因都受到不同程度的调控,这可能与TIDU-106增强了线虫体内的抗氧化能力相关。这与芦丁缓解高脂线虫肥胖的研究结果相似[29]。此外,研究结果显示在TIDU-106干预后高脂线虫的产卵量没有发生明显的减少,这也说明TIDU-106不具备生殖毒性,还可在一定程度上缓解高糖诱导所带来的产卵量下降的现象。

    线虫的体长、体宽、吞咽频率被认为是评价线虫肥胖程度的重要指标,高脂线虫往往具有更大的体长体宽,吞咽频率减慢[27]。在TIDU-106的干预后,线虫体型减小,吞咽频率增加。这可能与线虫体内AMPK通路的关键基因表达增加,能量消耗上升,导致脂质沉积减少相关。

    ROS是正常活动过程中所产生的基础代谢产物,大量的ROS积累会导致机体内的蛋白质、脂质和核酸等生物大分子受到破坏,一些能量代谢相关的细胞器如线粒体等都会遭到损坏,导致能量消耗减少,脂质积累增加[30]。大量研究发现,线虫体内的抗氧化能力和线虫的肥胖程度有着一定的联系,一些灭活益生菌可起到增强体内抗氧化能力达到修复体内氧化应激所造成的细胞及线粒体损伤的目的[31]。这也与TIDU-106干预后,线虫体内ROS积累、抗氧化酶含量、脂褐素水平和线粒体膜电位逐渐恢复正常的实验结果相一致。这说明TIDU-106可通过减轻氧化应激来减少脂质积累,从而起到抗肥胖作用。

    在本研究中尼罗红染色、油红O染色、甘油三酯和游离脂肪酸等实验结果初步证明了TIDU-106具有出色的降脂效果。因此,从基因表达层面使用荧光PCR技术分析其具体作用的分子机制。发现TIDU-106对线虫脂质代谢相关的四条通路都有一定的调控作用(图6)。SREBP信号通路包含mdt-15sbp-1,其中sbp-1与哺乳动物SREBP固醇合成原件基因高度同源,以上两种基因降低都会导致线虫体内脂肪积累显著下降[32]fat-5fat-6fat-7基因特别编码δ-9去饱和酶,这三个基因共同维持线虫体内的饱和脂肪酸/单不饱和脂肪酸的比例稳定,这些酶对脂肪酸的合成起到抑制作用。核激素受体通路中的nhr-49PPAR-α的同源基因,可使脂肪酸去饱和。此外acs-2kat-1基因是nhr-49的下游基因,直接促进脂肪β氧化和能量消耗[33]。胰岛素/IGF-1信号通路中daf-2daf-16 与线虫的寿命和抗氧化相关, daf-16可直接影响脂肪β-氧化[34]aak-2是AMPK信号通路中的关键基因,控制线虫体内的能量消耗[35]skn-1sod-3sir-2.1可影响线虫体内的抗氧化酶含量,缓解氧化应激,减少ROS积累和ROS对线粒体的破坏,起到延长线虫寿命,减少线虫体内脂质沉积,减轻高脂饮食对线虫的侵害的作用[36]

    在qPCR实验基础上,发现fat-5fat-5/fat-6fat-7缺陷型线虫,在TIDU-106干预下在基因调控层面对于fat基因系列没有表现出显著作用,这很可能说明TIDU-106所具备的抗肥胖作用不只是调节了这几种fat系列基因的表达,很可能是对多条不同通路的不同基因起到的调控,这和qPCR实验的结果一致。除此之外daf-2aak-2以及sir-2.1的基因缺陷型线虫在TIDU-106的干预下降脂效果不显著,qPCR结果证实TIDU-106干预后使得这三个基因的表达量得到显著调控。因此这三个基因可能是TIDU-106发挥降脂作用的关键。此外,结合aak-2基因的表达上升和aak-2缺陷型线虫的甘油三酯测定结果,推测AMPK信号通路的调控,增加线虫能量消耗也是TIDU-106发挥降脂作用的途径。因此, TIDU-106可能是通过提升抗氧化和能量消耗相关基因的表达减轻HFD饮食造成的氧化应激来减轻肥胖症状,这也与之前TIDU-106的体内体外抗氧化作用的研究一致[15]。现有研究中灭活鼠李糖乳杆菌对治疗肥胖和抗氧化起效果[28,37],但目前研究的热灭活芽孢杆菌对线虫的抗氧化和降脂方向的研究仍较少,其具体的机制仍有待于进一步使用基因敲除技术来验证。本文总结得到的TIDU-106调控高脂秀丽隐杆线虫的具体机制如图9所示。

    图  9  BPDU-106调节线虫脂质调节作用的作用机制
    Figure  9.  Mechanism of action of BPDU-106 in regulating lipid homeostasis in Caenorhabditis elegans

    综上所述,TIDU-106能有效延长高脂线虫寿命,显著提升线虫的体内抗氧化能力和抵抗氧化应激能力。此外TIDU-106还可显著减轻体内氧化应激、脂褐素积累、线粒体膜电位水平 、甘油三酯和游离脂肪酸等脂质的积累。在分子机制方面,TIDU-106可有效调节线虫体内脂质代谢相关信号通路(SREBP通路、胰岛素/IGF-1、核受体通路和AMPK通路)关键基因表达水平,对于部分基因缺陷型线虫也可起到一定的降脂作用。但TIDU-106中发挥主要降脂作用的成分仍未能确认,因此在以后的研究中,将进一步筛选发挥抗肥胖作用的具体活性物质,并作进一步深入研究。

  • 图  1   TIDU-106对秀丽隐杆线虫寿命、活动能力、体长体宽和吞咽频率的影响

    注:A.线虫寿命生存曲线;B.线虫中位生存时间;C.线虫平均寿命;D.线虫最长寿命;E.线虫行动力;F.线虫体长;G.线虫体宽;H.线虫吞咽频率;不同小写字母表示差异显著(P<0.05),**表示P<0.01,图2~图8同。

    Figure  1.   Effects of TIDU-106 on lifespan, mobility, body length, body width, and pharyngeal pumping frequency of high-fat diet C. elegans

    图  2   TIDU-106对高脂秀丽隐杆线虫产卵量的影响

    注:A.线虫每日每条产卵量;B.线虫五日总产卵量。

    Figure  2.   Effect of TIDU-106 on the egg-laying of high-fat diet C. elegans

    图  3   TIDU-106对高脂秀丽隐杆线虫抗氧化应激、线粒体膜电位水平和脂褐质积累的影响

    注:A.线虫抗胡桃醌引起的氧化应激;B.线虫抗甲基紫精引起的氧化应激;C.线虫体内ROS积累;D.线虫罗丹明123染色和DHE染色;E.线虫体内脂褐素积累;F.线虫DHE染色相对荧光强度水平;G.线虫罗丹明123染色相对荧光强度水平;H.线虫脂褐素相对荧光强度水平。

    Figure  3.   Effects of TIDU-106 on antioxidant stress response, mitochondrial membrane potential levels, and lipofuscin accumulation in high-fat diet C. elegans

    图  4   TIDU-106对高脂秀丽隐杆线虫体内甘油三酯、游离脂肪酸、丙二醛和抗氧化酶含量的影响

    注:A.甘油三酯含量;B.游离脂肪酸含量;C.丙二醛含量;D.总超氧化物歧化酶含量;E.过氧化氢酶含量;F.谷胱甘肽过氧化物酶含量。

    Figure  4.   Effects of TIDU-106 on triglyceride, free fatty acid, malondialdehyde, and antioxidant enzymes levels in high-fat diet C. elegans

    图  6   秀丽隐杆线虫与脂质代谢相关基因的表达

    注:A.SREBP信号通路:mdt-15sbp-1fat-5fat-6fat-7;B.胰岛素/IGF-1信号通路:daf-2daf-16skn-1sod-3;C.核受体信号通路:nhr-49acs-2kat-1;D.AMPK信号通路:sir-2.1aak-2

    Figure  6.   Expression of lipid metabolism-related genes in C. elegans

    图  7   TIDU-106对基因(fat-5fat-6fat-7)缺陷型线虫的降脂效果

    Figure  7.   Lipid-lowering effect of TIDU-106 on mutant C. elegans (fat-5, fat-6, fat-7)

    图  8   TIDU-106对基因(daf-2daf-16sir-2.1aak-2)缺陷型线虫的降脂效果

    Figure  8.   Lipid-lowering effect of TIDU-106 on mutant C. elegans (daf-2, daf-16, sir-2.1, aak-2)

    图  9   BPDU-106调节线虫脂质调节作用的作用机制

    Figure  9.   Mechanism of action of BPDU-106 in regulating lipid homeostasis in Caenorhabditis elegans

    表  1   线虫脂质代谢相关基因引物序列

    Table  1   Primer sequences for C. elegans lipid metabolism-related genes

    基因名称 上游引物 (5’-3’) 下游引物 (3’-5’)
    β-actin TCGGTATGGGACAGAAGGAC CATCCCAGTTGGTGACGATA
    daf-2 GTTGATAATGCTGCCGAG ATCCCGGTCCGATTTCTT
    daf-16 ATCGTGTGCTCAGAATCC ATGAATAGCTGCCCTCC
    mdt-15 TTCGCAAAGTGTATGTCG GAGTGTTTCCTGCTGTCG
    sbp-1 CTACTCGCACCATTCTTCTCG CCAAATCTCAACTGCTTCTGC
    fat-5 TTGTCTGGAAGAATGTCGC ATGAGCATCAGGAATACTCTCC
    fat-6 GCCCAGAGACGCAATATCTC CAGCAAAGAGAGCCACGTTA
    fat-7 CAACAGCGCTGCTCACTATT CACCAACGGCTACAACTGTG
    nhr-49 CTTCCATCGAAAGATCCATGA GGATTCTCTGCTCTCCGAGTT
    aak-2 CAGGGGCCACCACGCTCTTC CTTGGGGCAGGGGCTCTRGAC
    skn-1 GACGTCAATTTATGGAGTGTCG GAAGATGTTTTGTCGTGATCCG
    sod-3 CCAACCAGCGCTGAAATTCAATGG GGAACCGAAGTCGCGCTTAATAGT
    sir 2.1 AAATCTTCCCAGGACAGTTCGTA ATGGGCAACACGCATAGCA
    acs-2 GCCTTGGATGGGATAGAG TGATGGGAAGACCACAGT
    kat-1 CTCCCTTCTTTGATTTGA CTGACCGATGCTTATGAT
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  • 收稿日期:  2024-03-10
  • 网络出版日期:  2025-02-06

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